La fiabilidad de un resultado laboratorial y su interpretación dependen en gran parte de la calidad del material enviado al laboratorio. Por lo tanto, el manejo adecuado de las muestras, desde que se obtienen hasta que se procesan, es fundamental. Aunque las características de las muestras se indican concretamente en cada análisis existen algunas normas de manejo de muestras que son bastantes generales. Estas normas se pueden clasificar en dos grandes apartados:

Obtención de la muestra ë Volver al inicio

l En las extracciones de sangre, la punción debe ser lo más limpia posible evitando “explorar” con la aguja

l Enviar el volumen requerido y el tipo de muestra adecuado a el/ los test/s que se piden, utilizar el tubo indicado para cada caso, y respetar las señales de llenado del tubo.

l Mantener la muestra a temperatura ambiente o en nevera según se indique. No congelar nunca la muestra a no ser que se especifique en la lista de pruebas.

l Para evitar la Lipemia que interfiere en muchos tests, es imprescindible dejar al animal en ayunas durante unas 12 horas

Identificación de la muestra ë Volver al inicio

l Rellenar correctamente y lo mas completo posible el formulario de petición de análisis (facilitado por Vet Lab o disponible en www.vetlabsl.com) de forma legible. Dar al laboratorio la mayor información posible. No existen detalles insignificantes. Indicar tratamientos y vacunaciones así como una lista de sospechas de la enfermedad y la fecha y hora de obtención de la muestra A nadie le gusta rellenar formularios, pero el laboratorio no puede trabajar sin ellos. La muestra se procesa según las peticiones escritas en el formulario no en el tubo de la muestra.

l Se debe marcar claramente en todos las muestras, a quien pertenece y el origen de la muestra. A menudo de se remiten muestras de más de un animal en el mismo envío, en ese caso, marcar los nombres diferenciables en cada tubo de forma clara y legible

1.- HEMATOLOGIA ë Volver al inicio

Las muestras de sangre entera para Hematología son relativamente frágiles y requieren un cuidado especial:

l Evitar el exceso de succión durante la extracción sanguínea para no provocar hemólisis.

l Después de la extracción, la sangre debe ponerse en tubos con anticoagulante y mezclar cuidadosamente. El EDTA es el anticoagulante preferido para la mayoría de exámenes hematológicos

l Siempre que sea posible, asegurarse de que la relación anticoagulante/sangre sea la correcta, llenando el tubo hasta el lugar indicado para evitar fenómenos de dilución y/o distorsión celular por exceso.
 

l Realizar frotis sanguíneos inmediatamente y/o refrigerar la sangre. El contacto prolongado de la sangre con el anticoagulante induce distorsiones celulares e incluso hemólisis a los 3 días a temperatura ambiente. No se pueden realizar contajes celulares en sangres de mas de 4 días de antigüedad.

2.- COAGULACION ë Volver al inicio

l La evaluación laboratorial de los pacientes con defectos hemostáticos requiere una atención meticulosa en la metodología y en los controles de calidad. Los estudios de coagulación, son reacciones enzimáticas que están marcadamente influenciadas por manejos inadecuados de las muestras.

l Para evitar errores debidos al manejo de las muestras, se deben seguir las siguientes recomendaciones:

• Las muestras deben obtenerse con un grado de excitación del animal mínimo, y sin excesivos pinchazos. Evitar la toma de muestras a partir de catéteres, y usar siempre tubos de plástico con Citrato Sódico al 3,8% específicos para pruebas de coagulación. Evitar los tubos de vidrio.
• Una vez obtenida la muestra, mezclar el tubo suavemente y dejar reposar 5-7 minutos. A continuación, centrifugar la muestra a 2500-3500 rpm durante 15 minutos y separar el plasma por pipeteado a otro tubo de plástico dentro de los 30 primeros minutos post-extracción. Refrigerar en caso de envío rápido, o congelar en caso de envío retardado (pueden aguantar 2 semanas). Si se quieren congelar las muestras, una vez separado el plasma debe realizarse una congelación rápida en alícuotas para prevenir la formación de cristales. La congelación o descongelación lentas pueden producir la crioprecipitación de algunos factores de coagulación.

l Los sistemas de coagulación de los animales se activan a menudo ex vivo durante la toma o el transporte de la muestra. Existirán algunos casos donde sea aconsejable la extracción de la muestra con “jeringa citratada”. En estos casos es mejor poner la cantidad justa del anticoagulante en la jeringuilla y hacer la venipunción. Si se observa hemólisis o algún coágulo, repetir la extracción.

l La relación anticoagulante/sangre, es crítica. El anticoagulante a usar es 1 parte de citrato sódico al 3,8 % y 9 partes de sangre. La desviación de esta relación limita la disponibilidad del calcio en el sistema y puede ser una causa de error. Ejemplo: para conseguir un volumen total de muestra de 3 cc se deben poner en la jeringa 0,3 cc de citrato y extraer 2,7 cc de sangre (0,3 x 9)

3.- BIOQUIMICA CLINICA ë Volver al inicio
 

l La existencia del gran número de tests bioquímicos actualmente disponibles hace que esta disciplina aporte una amplia información sobre diferentes aspectos del metabolismo del paciente.  Sin embargo, es importante recordar que no se deben usar los tests bioquímicos como sustitutos de otros procedimientos clínicos (examen físico, RX...) Las investigaciones laboratoriales, deben ser una extensión de los exámenes clínicos y no una alternativa.

l Se pueden aplicar, en general, unas normas de manejo para este tipo de muestras:

• Para obtener suero, recoger la muestra sin anticoagulante y dejar coagular durante 1-3 horas. Una vez coagulada la muestra y retraído el coágulo, centrifugar, separar el suero y ponerlo en un tubo de plástico. Asegurarse de que todas los hematíes se han quedado en el primer tubo para evitar la hemólisis durante el envío. Marcar el tubo, y refrigerar o congelar si no se va a enviar en los próximos 3 días. Normalmente por cada 1 cc de sangre entera se pueden obtener 0.3 cc de suero.
 

• En caso de que la muestra solicitada se plasma (EDTA o Heparina), recoger la sangre en tubos con anticoagulante, y centrifugar dentro de los 15 primeros minutos. Separar el plasma a tubos de plástico sin nada y refrigerar o congelar según se indique. • El envío de una muestra de sangre entera coagulada y no separada no es muy aconsejable.

l Actualmente y en nuestro laboratorio, las causas más frecuentes de resultados erróneos, son:

• Interferencias por Hemólisis, Ictericia o Lipemia
• Muestra insuficiente
• Interferencia por extracción sanguínea post-tratamientos. Para un diagnóstico correcto es vital extraer las muestras ANTES de cualquier terapia.

4.- ENDOCRINOLOGIA ë Volver al inicio
 

l Excepto algunas hormonas que requieren unas condiciones de manejo especiales (indicado en el listado de pruebas analíticas), y que es imprescindible seguir escrupulosamente, podemos decir que para las pruebas de Endocrinología, se deben seguir exactamente las condiciones de manejo explicadas en el apartado de Bioquímica.

l El análisis hormonal ideal no existe, y aunque los inmunoensayos que actualmente se utilizan sean fiables, la mayoría de ellos suelen ser específicos de especie. En los animales, existen hormonas que tienen estructuras químicas muy similares en todas las especies y otras que no. Esto implica que cada laboratorio debe realizar sus propios procesos de validación de estas técnicas. Por lo tanto, de la misma muestra en laboratorios diferentes se pueden obtener resultados diferentes. Es decir, el resultado debe interpretarse en relación a los valores de referencia determinados para cada laboratorio, aunque la interpretación del resultado, desde el punto de vista clínico, debe ser el mismo en todos ellos.

5.- FARMACOLOGIA – TOXICOLOGIA ë Volver al inicio

l La monitorización de las concentraciones plasmáticas de un fármaco durante una terapia se usa para optimizar el régimen de administración a un paciente. Estas monitorizaciones están indicadas cuando no hay una respuesta terapéutica, cuando existe sospecha de toxicidad o para confirmar un abordaje terapéutico.

l La concentración de droga requerida en plasma para producir una respuesta terapéutica adecuada se llama rango terapéutico de la droga. Concentraciones por debajo de este rango se consideran sub-terapéuticas, mientras que las concentraciones superiores al rango se consideran como tóxicas.

l Debido a que ciertas proteínas transportadoras del plasma pueden producir interferencias en el test ,es imprescindible consultar con el laboratorio el tipo de muestra requerido para cada fármaco.

6.- URIANALISIS ë Volver al inicio

l El objetivo del laboratorio es analizar muestras cuyas características in vitro, sean similares a las existentes in vivo. La orina es una mezcla inestable e impredecible, por esta razón, es recomendable que las muestras de orina sean examinadas tan pronto como sea posible o bien sean debidamente conservadas (aunque no exista preservativo ideal para todos los tests rutinarios en orina).

l Tanto desde el punto de vista citológico como químico, el urianálisis presenta algunas peculiaridades:

• Aunque la composición de la orina puede variar considerablemente durante el día, una muestra obtenida en cualquier tiempo del día puede ser satisfactoria para realizar análisis de screening.
• Para el urianálisis hay que enviar una cantidad suficiente de orina reciente en un recipiente estéril y especial para orina y herméticamente cerrado.
• Indicar siempre el método de recogida de la orina ( Cistocentesis, sondaje,....)
• No se sabe bien cuanto tiempo pueden mantenerse las muestras de orina a temperatura ambiente sin que se afecta su composición. Si se sospecha un ligero retraso en el análisis o en el envío, mantener el recipiente refrigerado y sin luz para las pruebas químicas.
• En las infecciones de orina, es muy importante obtener una muestra de orina no contaminada, para el ensayo cuantitativo de bacteriuria y piuria. La mayoría de errores en el manejo de las infecciones del tracto urinario son debidos a errores en la recogida de muestras. El método de elección para recoger la muestra es la Cistocentesis realizada de forma aséptica Se debe realizar el cultivo a las 2 horas de la recogida, (no se deben cultivar orinas que han estado 2-3 horas a temperatura ambiente) o bien refrigerar la muestra al momento. Los contajes bacterianos son estables durante 24-36 horas en muestras refrigeradas

7.- MICROBIOLOGIA ë Volver al inicio

l Si los usamos de forma correcta, los cultivos microbiológicos pueden identificar agentes etiológicos y por lo tanto, contribuir al diagnóstico final, en cambio, estos mismos cultivos, usados incorrectamente pueden identificar agentes contaminantes y llevar a diagnósticos incorrectos.
 

l El valor de los cultivos microbiológicos depende en gran parte de cómo se toma, se guarda y se envía la muestra. La pérdida del agente etiológico suele ser por que el medio de transporte o las técnicas de conservación son inadecuados. • Las muestras se deben tomar asépticamente y ponerlas en el recipiente adecuado.

Cuando empleamos una torunda es importante obtener una muestra suficiente, ya que los organismos existentes en la torunda son menos que los existentes en el tejido y puede que se pierdan algunos de los organismos más lábiles durante el transporte de la muestra

• Marcar todas las muestras con el tejido de origen y la especie. El mismo agente bacteriano puede ser mucho o poco significativo dependiendo del tejido y/o de la especie de donde se obtiene la muestra. Además dependiendo del tejido y de la especie de origen, se pueden requerir diferentes medios de cultivo para identificar y aislar agentes patógenos específicos
• Especificar siempre los tests que se piden y los patógenos que se sospechan, sobre todo en muestras donde pueda existir una flora bacteriana normal (heces, piel, mucosas orales ... ).
• Algunos especímenes requieren medios de transportes especiales. Las muestras de fluidos (cavidad corporal, pericardio, articulaciones ...) es mejor enviarlos en botellas de hemocultivo. Nunca enviar fluidos u otros especímenes en tubos con EDTA, ya que el EDTA es muy tóxico para las bacterias. Los especímenes para el aislamiento de patógenos anaérobicos, requieren un cuidado especial, ya que las bacterias anaeróbicas mueren en presencia de oxígeno. Si se tienen dudas sobre que muestras obtener y como obtenerlas llamar al laboratorio primero.
 

• Los tests de susceptibilidad (antibiogramas) se efectúan en aquellos cultivos donde ha habido un crecimiento suficiente, bajo condiciones de calidad controladas y que se consideran que contribuyen a la enfermedad. Las muestras obtenidas de animales bajo tratamiento puede que no den resultados satisfactorios por algún grado de supresión del organismo.

• Los cultivos enviados para la identificación deben ser cultivos puros, las placas que llegan al laboratorio con crecimientos mixtos no se examinan
• Para el cultivo de dematofitos, el área cutánea afectada debe ser limpiada, y tomar raspados y/o arrancar pelos de los bordes activos, ponerlos en un contenedor estéril, y enviar a temperatura ambiente. La mejor muestra son los pelos fluorescentes a la lámpara de Wood. El aislamiento e identificación de algunos agentes micóticos requiere a menudo un tiempo considerable y no se deben esperar los resultados antes de los 21 días, e incluso algunos organismos pueden requerir alrededor de 30 días

8.- ENFERMEDADES INFECCIOSAS Y PARASITARIAS ë Volver al inicio

8.1.- PARASITOS INTERNOS

l Los diversos parásitos internos, tienen varios ciclos de vida. El ciclo de vida de la mayoría de parásitos tiene al menos un estadío en el cual se transmite de un huésped a otro. Este estadío es el que frecuentemente se detecta por los tests laboratoriales y se le llama estadío diagnóstico, y es el que puede abandonar el huésped a través de excreciones como heces o orina, o puede ser transmitido al próximo huésped por artrópodos.

l Normalmente los tests usados están destinados a detectar parásitos adultos o sus diversos estadíos del ciclo, como huevos, larvas en las excreciones o sangre de nuestros animales.

l Parásitos en heces:

• Preferiblemente, las muestras fecales deben ser recogidas del recto, y si esto no es posible, se debe recoger la parte superior de heces recién depositadas.
• Las muestras fecales deben enviarse en los contenedores especiales para este uso, Y NO EN OTRO TIPO DE CONTENEDOR
• Normalmente estas muestras no necesitan otra conservación que la refrigeración. La mayoría de parásitos (excepto algunos protozoos) pueden identificarse incluso 2–3 días después de la recogida Ahora bien, existen ciertas ocasiones donde el tiempo entre la recogida y el examen puede ser mayor (o no se puedan refrigerar las muestras), y los huevos de los parásitos pueden eclosionar. En estos casos se deben guardar las muestras con Formol al 10 %. NO CONGELAR NUNCA UNA MUESTRA DE HECES
• Es recomendable notificar la sospecha clínica, ya que en principio, cada una de las técnicas empleadas tienen objetivos distintos. La técnica de Baermann separa las larvas de primer estadío de las heces (útil para Strongyloides Stercolaris), y la flotación separa las heces de los huevos de varias especies de helmintos y quistes de protozoos (no detecta los trofozoitos de Giardia, que deben buscarse en heces muy recientes o utilizar tecnología ELISA)
• Los resultados se informan como NEGATIVO o como la presencia de algunos, bastantes, o numerosos organismos. Es importante recordar que un alto número de huevos puede indicar un alto número de parásitos, pero que un número bajo de huevos no indica necesariamente un número bajo de parásitos.

l Para la detección de Hemoparásitos el primer paso, y fundamental, es hablar con el laboratorio ya que el tipo de muestra sanguínea a obtener variará según la sospecha clínica que se tenga

l Para el diagnóstico de Filariosis existen principalmente dos tets.: El test de Knott, que se usa para detectar e identificar microfilarias de D.Immitis circulante, y la metodología ELISA, usada para la detección de antígeno de adulto circulante. Es muy raro que este test sea negativo en una animal infectado.

l Para otros hemoparásitos se realizan evaluaciones (normalmente del buffy coat) de frotis sanguíneos obtenidos de sangre periférica. Esta técnica de examen del frotis sanguíneo se está sustituyendo por la búsqueda de DNA del organismo mediante técnicas de PCR.

8.2.- PARASITOS EXTERNOS

l Son técnicas destinadas a identificar los agentes causantes de ciertas lesiones dérmicas, que suelen ser parásitos profundos (Sarcoptes, Notoedres, Demodex ).

l La toma de muestras de estos procesos consiste en:

• Mojar la hoja de bisturí en aceite mineral o glicerina y realizar raspados cutáneos en los bordes de la lesión. La hoja de bisturí debe estar en ángulo recto a la piel y asegurarse de que el raspado es lo suficientemente profundo mediante la aparición de una hemorragia puntual mínima. La muestra obtenida, debe ser de color rosado.
• Poner la hoja de bisturí junto al material obtenido en un recipiente cerrado.

l En la actualidad disponemos de un test ELISA para la detección de anticuerpos en muestras de suero frente a Sarcoptes Scabiei y frente a dermatofitos.

8.3.- SEROLOGIA

l Las técnicas usadas en Medicina Veterinaria, incluyen La IFI, ELISA, Inmunodifusion, Fijacion complemento, Aglutinación por latex, Inmunoblots... En general, el veterinario práctico no necesita saber las peculiaridades de cada método, sino que lo que el clínico debe saber para interpretar un resultado positivo, es la fisiopatologia de la enfermedad, y el tipo de test usado.

l En general, estos tests serológicos detectan IgM y/o IgG. En algunas situaciones, la diferenciación entre IgM e IgG sirve de ayuda. En general, la IgM se produce durante un periodo de tiempo corto post-infección (7-10 días), y su vida media es corta (4-6semanas). El problema con las IgM es que no son muy específicas, ya que al ser pentámera, puede experimentar más reacciones cruzadas con antígenos no específicos. Si el test detecta sólo IgG hacia el organismo agresor, un animal permanecerá seronegativo durante las primeras 3-4 semanas siguientes al inicio de la enfermedad.

l Obviamente, la presencia de anticuerpos específicos a un organismo indica una exposición previa a este organismo, pero no es una prueba categórica de que exista infección o de que la enfermedad actual este causada por el organismo en cuestión. Por lo tanto se requerirá la documentación de una seroconversión (un aumento x 4 en el título de anticuerpos para propósitos diagnósticos) para la confirmación del diagnóstico. Se deben evaluar una muestra obtenida durante la enfermedad aguda temprana, y una segunda muestra obtenida aproximadamente 3 semanas después, y siempre debe efectuarse la interpretación con el conjunto de signos clínicos.

8.4.- BIOLOGIA MOLECULAR

l En medicina veterinaria La PCR es el mecanismo de biología molecular más utilizado en procesos de diagnóstico. La PCR es una técnica capaz de generar “in vitro” grandes cantidades de un fragmento determinado de DNA con una secuencia específica, a partir de cantidades mínimas del mismo. La gran sensibilidad y versatilidad de este método ha revolucionado tanto las estrategias de estudio de la genética, de los procesos evolutivos y de determinados aspectos diagnósticos.
 

l Una de las etapas más importantes para la puesta en marcha de una PCR es la selección del segmento específico de DNA que desea amplificar y diseñar y encargar la síntesis de cebadores. La composición de los cebadores es un factor muy decisivo en el éxito o el fracaso de una reacción de amplificación.

l La otra etapa crítica de esta técnica es el control de la técnica en sí misma. Entre los diferentes problemas que pueden aparecer al utilizar la técnica de PCR, el proceso de extracción y la contaminación tienen especial relevancia. La aparición de amplificaciones inespecíficas puede complicar la interpretación de los resultados obtenidos. Esta amplificación inespecífica de otras secuencias, además de las deseadas, no es más que el resultado directo de la capacidad de la técnica. Debido a la gran sensibilidad de la técnica para detectar DNA, es crítico mantener un control estricto en la extracción y manejo de la muestra.

l Al ser una técnica que detecta DNA del agente infeccioso, el tipo de muestra dependerá del ciclo de cada organismo. Cada técnica tiene un tipo de muestra preferencial que incluso puede ser variable según el protocolo.

9.- CITOLOGIA Y ANALISIS FLUIDOS ë Volver al inicio

l Para evaluaciones citológicas se requieren varios frotis fijados, no teñidos, y realizados a partir de líquidos, aspiraciones con aguja fina, o impresiones de masas u órganos.

l Para la completa evaluación de los líquidos en cavidades además de los portas fijados, se necesita el líquido en EDTA para realizar las pruebas complementarias a la citología.

l No refrigerar los frotis

l Se deben enviar fluidos en jeringuillas correctamente preparadas o en un tubo estéril. Esto previene el sobrecrecimiento bacteriano, goteo de la muestra, y evita daños al personal.

l Es mejor no utilizar muestras obtenidas y conservadas con escobillones. Los cambios autolíticos aparecen muy rápidamente en estas torundas

Bájese nuestro catálogo junto
con las pruebas en formato
PDF de Adobe haciendo click en

Para verlo, necesitará el
Acrobat Reader que puede
obtener haciendo clic en la
imagen inferior.

Fecha de la última actualización 05/09/2006